He intentado anexar un documento en formato PDF, pero he sido incapaz de averiguar como hacerlo.
Es un manual de practicas de laboratorio de Zoologia, de cuando estudie en la Universidad de Valencia.
Voy a sacar lo interesante para el manejo de muestras de hormigas, mas que nada para ejemplares muertos para la creacion de un insectario.
ATENCION: solo para las hormigas que se os mueran, no vayais matando todo lo que se mueva.
ARTRÓPODOS. MÉTODOS DE CAPTURA
Formas voladoras
Para su caza se utiliza la clásica manga entomológica o cazamariposas (fig. 1), cuyas principales
cualidades deben ser la ligereza y la resistencia de su armazón metálico, que permiten,
respectivamente, su fácil manejo y la seguridad necesaria en el batido de la vegetación.
La malla debe ser blanda y ligera, de un tejido no demasiado tupido, pero sí lo suficiente como para
impedir que los insectos pequeños se escapen (el material utilizado con mayor frecuencia es el nylon
blanco). La red además, debe ser resistente para evitar su deterioro en su roce con la vegetación; en
este sentido, conviene reforzar todo el borde del aro mediante un tejido más resistente, ya que es la
zona que soporta más fricción. El diámetro del aro no debe ser inferior a los 30 cm de abertura, con el
objeto de facilitar la introducción de las manos y de los frascos recolectores de insectos. La longitud de
la bolsa debiera ser, al menos, el doble del diámetro, ya que esto permite doblar la bolsa de la manga al
final de cada pasada, atrapando de esta manera todos los insectos cogidos en ella.
Una vez capturado el insecto, se conduce éste al extremo distal de la manga mediante un rápido
movimiento de la red en el aire (fig.1) o colocando el extremo final de la manga en dirección hacia el sol.
De este modo se facilita la introducción de los mismos en los tubos o frascos de transporte, o bien, en el
caso de artrópodos muy pequeños la captura mediante un aspirador bucal (fig. 4).
Artrópodos ocultos entre la vegetación
Los métodos más propicios para la captura de estos grupos (coleópteros, hemípteros, homópteros,
ortópteros, neurópteros, mecópteros, etc.) son el barrido y el vareo o batido de la vegetación. La manga
de barrido requiere que tanto la estructura o armazón metálico como la malla, sean resistentes, pues
han de soportar sucesivas pasadas sobre vegetación de consistencia variable, que han de ser hechas
con relativa fuerza y velocidad. Un modelo doblemente resistente es el que presenta, diametralmente, el
mango prolongado a través del aro (fig. 2).
A diferencia del método de barrido, el procedimiento de vareo o batido es más adecuado para la captura
de artrópodos de distintos grupos que se encuentran entre la vegetación de mayor porte como árboles,
matorrales, arbustos, etc. Este método requiere una vara o bastón para realizar el batido de la
vegetación y algo que actúe de superficie receptora. Una superficie o sábana blanca puesta en el suelo
es suficiente. Un simple paraguas, preferiblemente de un sólo color, puede proporcionar buenos
resultados (fig. 3).
Artrópodos edáficos
Numerosos organismos del suelo, tales como ácaros, isópodos (crustáceos), miriápodos, insectos
apterigotas, así como una amplia gama de representantes de pterigotas, debido a su diminuto tamaño,
deben recogerse con métodos especiales que requieren la toma de muestras de suelo y hojarasca. Un
método sencillo es, esparcir una cierta cantidad de hojarasca sobre una hoja blanca y suspender
encima una luz potente mientras se va dando la vuelta a los fragmentos. Los artrópodos, así
molestados, se movilizan y tienden a buscar refugio, hecho que posibilita recogerlos con un pincel
húmedo o un aspirador. Para la extracción de fauna edáfica, en el laboratorio se utiliza el embudo de
Berlese (fig. 5), donde los organismos migran hacia abajo, al huir de una fuente de luz y calor. La
observación de una muestra de suelo bajo un flexo, también puede dar buenos resultados recogiendo
los pequeños artrópodos con un pincel o un aspirador (fig.4).
Artrópodos acuáticos
Dulceacuícolas: Además de los crustáceos y algunos arácnidos, se incluyen los grupos de insectos
cuya fase juvenil se desarrolla en medio acuático, así como otros insectos que desarrollan la fase
adulta. Para su captura se precisa una manga de características similares a la descrita para los grupos
voladores, con la salvedad de que para un muestreo en este medio se precisa un bastidor más fuerte,
siendo más adecuada una embocadura de menor diámetro y una bolsa de no más de 15 cm de
profundidad. Otra pieza útil del equipo es el garfio de rastrear (fig. 6).
Marinos: Los métodos de captura aplicados en la recolección de artrópodos marinos, como son
principalmente crustáceos y picnogónidos, están en función de su diferente tamaño, hábitos y
profundidad a la que viven, utilizándose redes de arrastre adecuadas (fig. 7).
Fauna mesolitoral
Los métodos de recolección en la zona mesolitoral (mareas) son relativamente simples (captura
manual), ya que los ejemplares (cangrejos, percebes) son fácilmente observables.
Gallícolas y minadores
La ubicación de las agallas en la planta es variable, pueden encontrarse en las raíces, base de los
troncos, hojas, frutos, etc. Estas deformaciones se deben recoger en su estado maduro (colores pardos)
y con la ayuda de alicates, tijeras podadoras o azadas. Las agallas colectadas deben colocarse de
forma individualizada en cajas de cultivo hasta la total emergencia de la entomofauna que en ellas
habita, periodo de tiempo que puede superar el año.
Los insectos minadores son aquéllos que en sus estados larvales viven entre las dos capas epidérmicas
de las hojas y su presencia puede ser detectada externamente después de que el área de la que la
larva se ha alimentado muere, dejando, por lo general, una delgada capa de epidermis seca y hueca.
Las hojas dañadas aparecen provistas de túneles, manchas o ampollas blanquecinas (fig.9).
PREPARACIÓN Y CONSERVACIÓN
A continuación se darán unas normas generales sobre la conservación de artrópodos que permitan una
posterior utilización en estudios científicos.
Transporte
En la conservación de artrópodos, el primer problema con que nos encontramos es el transporte desde
el lugar de captura hasta el laboratorio.
En el caso de conservarlos en medio líquido, se pueden incluir directamente ya en el campo. El
problema se plantea en los ejemplares que van a ser conservados en seco, cuyo transporte debe
efectuarse de manera que se deterioren lo menos posible. Como solución se puede optar por dos
métodos, bien guardarlos aisladamente y de forma holgada, con lo cual llegarán vivos al laboratorio, o
bien de forma agrupada, en frascos provistos de pequeñas virutas de corcho o papel (ej.: pequeños
círculos de las taladradoras de papel) con algunas gotas de acetato de etilo que matará a los
ejemplares, impidiendo su movilidad, y por tanto, su deterioro. En los grupos delicados, se aconseja
trasladarlos aisladamente. Existen algunos casos singulares como es el de los lepidópteros, los cuales
son especialmente delicados y por tanto deben matarse inmediatamente. Un método inocuo para matar
los lepidópteros es por simple presión del tórax con los dedos en la zona situada inmediatamente por
debajo del punto de articulación de las alas. Una vez muertos, para su transporte o almacenaje hasta su
colocación definitiva, pueden guardarse en triángulos de papel satinado (no desprende las escamas)
como se indica en la figura 18.
Para los ortópteros existe una forma un tanto peculiar de transporte, que consiste en guardarlos en
cucuruchos de papel, los cuales se almacenan hasta la colocación definitiva de los especimenes.
Una cuestión importante que se debe tener presente es la anotación en la libreta de campo del mayor
número posible de datos (localidad, fecha, hábitat, planta hospedadora, etc.). Los botes de colecta,
sobres o cucuruchos, deben llevar alguna anotación o referencia que correlacione los artrópodos así
reseñados con sus correspondientes datos de la libreta de campo; información, toda ésta, que quedará
reflejada en el etiquetado o rotulado definitivo de los ejemplares. No hay que confiar en la memoria, ya
que en tal caso, no se estará exento de cometer errores y graves imprecisiones a la hora de interpretar
los datos obtenidos.
Conservación en medio líquido
Como regla general se conservan en medio líquido todos los quelicerados, crustáceos, miriápodos y los
insectos de tegumento blando (proturos, dipluros, colémbolos, tisanuros, pulgones, piojos, etc.). Este
medio líquido, salvo en los casos que expresamente se indique en el grupo correspondiente, estará
formado por alcohol del 70% al que se le añaden unas gotas de glicerina que evitarán el excesivo
endurecimiento. Podrán guardarse aisladamente o bien juntos los de la misma especie, siempre que
tengan la misma procedencia (ej: hormigas de un mismo nido, pulgones de una misma colonia). Los
tubos debidamente etiquetados se cierran con tapones que cierren lo más herméticamente posible, de
esta forma se evitará la evaporación del líquido. Para evitar el ennegrecimiento de las larvas de gran
tamaño con cuerpo blando (ej: larvas de Scarabaeoidea), se aconseja matarlas por inmersión en agua
hirviendo y así, una vez cocidas, se conservarán perfectamente en alcohol del 70% con o sin glicerina.
Conservación en seco
Los grupos que se conservan en seco son casi exclusivamente insectos. En primer lugar, habrá que
matar el ejemplar en el laboratorio, si aún está vivo en el bote o tubo colector en el que fue trasladado
desde el campo. Para ello, basta con impregnar el tapón, en caso de ser de corcho, con acetato de etilo,
o bien introducir en el tubo un poco de papel humedecido en dicho producto, sin que llegue a gotear.
También puede utilizarse tetracloruro de carbono. No obstante, la forma más inocua para el
investigador, consiste en congelar los ejemplares, método éste que presenta ventajas respecto al uso
de agentes mortíferos; por una parte, el tiempo de estancia en el congelador es ilimitado, y por otra, los
insectos recién descongelados tienen la elasticidad de los recién muertos, lo que facilita su manejo.
Si los ejemplares llegan al laboratorio muertos, pero además secos y endurecidos, hay que proceder a
su reblandecimiento antes de efectuar el montaje definitivo para que puedan ser manejados con
facilidad y además que el montaje sea correcto. La operación de reblandecimiento se llevará a cabo
mediante un reblandecedor donde se introducen los ejemplares, y que no es otra cosa que un recipiente
donde se crea una atmósfera de humedad. Se puede utilizar con este fin una caja de plástico con arena
humedecida, se recubre con papel de filtro y sobre el papel se colocan trozos de corcho con los
ejemplares, tapando a continuación la caja con su tapa. Para evitar la aparición de enmohecimiento en
los insectos, se aconseja, bien poner unas gotas de fenol o formol en la arena, o bien, haber hervido
previamente la arena.
Para obtener un buen reblandecimiento se dejarán los ejemplares entre 48 y 96 horas, siendo a veces
necesario esperar más de una semana para obtener resultados aceptables.
Los insectos secos se montan con alfileres entomológicos (fig. 19 y 20), nunca se deberán emplear
alfileres de coser, ya que con el tiempo llegan a oxidarse, estropeándose los ejemplares. Los alfileres
entomológicos tienen una longitud determinada (aproximadamente 38 mm), variando en grosor, por lo
cual se enumeran desde el n° 000, que es el más fino, hasta el más grueso que posee el nº 7, no
obstante los que más corrientemente se emplean son los números 0, 1, 2 y 3.
Los ejemplares se pinchan por la cara dorsal, en los lugares adecuados (como se indicará más
adelante, ver fig. 19), para lo cual, se colocan sobre una plancha de corcho. Los insectos deben quedar
en el alfiler a una altura tal, que se pueda coger dicho alfiler con los dedos y al mismo tiempo poder
ensartar las etiquetas por debajo del ejemplar .Generalmente se dejan 2/3 de alfiler por debajo del
insecto y 1/3 por encima (fig. 20). Se debe procurar siempre que el eje anteroposterior del animal quede
lo más perpendicular posible al alfiler. En general, las patas y antenas se colocarán de forma simétrica y
recogidas junto al cuerpo para evitar que se rompan al manejar el ejemplar .Cuando las antenas son
muy largas (ej: algunos coleópteros u ortópteros), éstas se sitúan hacia atrás junto al cuerpo (fig .21).
En casi todos los grupos de insectos, el alfiler se clava en el tórax tendiendo a que quede insertado
hacia la parte derecha (ortópteros, blatodeos, hemípteros, ver fig. 19), o en posición central
(lepidópteros, odonatos, himenópteros, dípteros, neurópteros, ver fig. 19); no obstante, en los
coleópteros se introduce en el ángulo superior del élitro derecho, de forma que el alfiler salga
ventralmente entre la segunda y tercera patas; en hemípteros hacia el lado derecho del escutelo y en
ortópteros ligeramente a la derecha de la línea media del pronoto. En cualquier caso, se procurará
dañar lo mínimo posible el ejemplar, así como no ocultar caracteres necesarios para la identificación.
Para lograr que queden debidamente preparados, el alfiler con el insecto atravesado se clava por su
parte inferior en la plancha de corcho, hasta que el ejemplar quede en contacto con la misma,
colocando a continuación una serie de alfileres accesorios que sujetan (nunca atraviesan) las patas y
las antenas en la posición definitiva (fig. 21).
En los órdenes: odonatos, lepidópteros, neurópteros, himenópteros y dípteros se extienden tanto las
alas del lado derecho como del lado izquierdo. En el caso de los ortopteroides (dermápteros, blatodeos,
mantodeos, ortópteros, isópteros) sólo las alas del lado derecho. En los coleópteros y hemípteros no se
extienden las alas (fig. 19).
Los insectos correctamente pinchados y extendidos permanecerán así hasta su completa desecación
que variará según el tamaño de los mismos y la humedad del ambiente (1 ó 2 semanas).
Para lograr el montaje correcto de los lepidópteros (fig. 22 y 23), se utilizan unos aparatos especiales
denominados extendedores. Básicamente consisten en dos planchas paralelas de un material blando
(corcho, madera de balsa, poliestireno, etc.) situados sobre una base que debe ser también de materia
blanda, el espacio que dejen las dos bandas deberá ser suficientemente ancho y profundo como para
alojar el cuerpo de la mariposa una vez atravesada por el alfiler. Así pues, se dispondrá de
extendedores con ranuras regulables en cuanto anchura y profundidad (fig. 24) para adaptarse al
cuerpo de cada lepidóptero, o bien, de extendedores de anchuras fijas que difieran en sus dimensiones
de ranura, de unos a otros (fig. 22 y 23). Un extendedor muy sencillo se puede construir con una
plancha de corcho sobre la que se pegarán (o se clavarán con alfileres) dos planchas del mismo corcho
pero de espesor variable (intercambiables según el tamaño de los insectos) y que dejarán entre ellas un
espacio suficiente como para que quepa el cuerpo de la mariposa.
La mariposa atravesada por el alfiler a nivel del mesonoto, se coloca en la ranura del extendedor de
modo que el punto de articulación de las alas quede al mismo nivel que las bandas laterales (fig. 25).
Seguidamente hay que proceder a colocar las alas en la posición correcta que es la siguiente: alas
planas y horizontales (o ligeramente inclinadas hacia arriba, ver fig. 25), el borde posterior del ala
anterior se sitúa perpendicularmente al eje antero-posterior del cuerpo, las alas posteriores se
despliegan y se colocan ligeramente por debajo de las anteriores, a continuación las antenas se
situarán paralelas al borde costal de las alas anteriores (fig. 22 y 23). Para lograr este montaje se
procederá de la forma siguiente (fig. 23): una vez introducido el cuerpo en la ranura del extendedor,
colocaremos una tira de papel (es recomendable papel vegetal o cristal) por su transparencia así como
por su consistencia) sobre las alas de uno de los lados, fijándola por delante y por detrás de las alas con
sendos alfileres, de forma que inmovilizarán dicho par. Seguidamente se coloca otra tira sobre el par de
alas del otro lado.
Los extendedores también son útiles para otros órdenes con alas (fig. 26); no obstante, conviene dar
unos consejos prácticos para himenópteros y dípteros. En estos dos órdenes hay que extender bien las
patas, apéndices que pueden alcanzar un tamaño relevante, lo cual se hace dificultoso al tener que
extender también las alas; para soslayar este inconveniente y dado que las alas no poseen escamas, es
muy cómodo practicar ranuras en el corcho con una profundidad y anchura tal que alberguen la mitad
de la sección del cuerpo del insecto, y operar de la siguiente forma: el alfiler que atraviesa al insecto se
hunde por su cabeza en el corcho (mejor poliestireno), de forma que el insecto quede colocado al revés
con el dorso tocando el surco practicado y con la parte ventral hacia arriba; seguidamente se extienden
las alas (de forma semejante a lepidópteros) y se sujetan con una tira de papel. Inmovilizadas las alas
ya no hay ningún problema en maniobrar con las patas que serán sujetadas con diversos alfileres, de
forma que cuando el insecto esté seco y le demos la vuelta las patas habrán quedado en una
disposición natural de insecto posado. Conviene puntualizar que en todos los insectos las patas deben
colocarse en su posición habitual, esto es, las delanteras hacia delante y las intermedias y las
posteriores dirigidas hacia atrás, flexionándolas por las articulaciones (fig. 20).
Cuando los insectos son pequeños y se quiere mantenerlos en seco, pueden utilizarse uno de los
métodos siguientes: bien montarlos con alfileres muy finos, cortos y sin cabeza denominados minucias
(ver fig. 27 a y 28, montaje para personal muy experto), o bien pegar el ejemplar sobre el extremo de un
pequeño cartón triangular (fig. 27 b, c, d y 28) o sobre una pequeña cartulina rectangular (fig. 27 e).
Para pegar el insecto se utilizará una sustancia que preferiblemente se disuelva bien en agua (goma
arábiga, Hoyer, Berlese, etc.), lo cual permitirá desprender el insecto en caso de ser necesario. En el
triángulo se pega un único ejemplar por la mesopleura izquierda (lado izquierdo del tórax), sin embargo,
cuando se trata de cartulinas rectangulares, si se dispone de varios ejemplares y estos son pequeños,
pueden pegarse varios en la misma cartulina en posiciones diferentes, lo cual permite ver las distintas
características de esa especie sin tener que despegarlos. En este último caso, puede utilizarse también
laca de uñas transparente, dado que el insecto puede ser observado totalmente y se hace innecesario
despegarlo.
Etiquetado y almacenado
Una vez preparados los ejemplares, se debe proceder a su etiquetado. Todos los ejemplares llevan al
menos dos etiquetas, una de la localidad y otra de la determinación. El tamaño debe ser uniforme,
etiquetas de aproximadamente 2 cm de largo por 1 cm de ancho, son suficientemente grandes. En las
figuras 30 a) y b) se detalla la rotulación de las etiquetas. La etiqueta de identificación quedará bajo la
de la localidad (fig. 29).
Cuando los ejemplares se incluyan en un líquido conservante, se pondrá especial cuidado en escribir
los datos en etiquetas de papel consistente y en utilizar tinta china o bien un lápiz graso para evitar que
se borren.
Para guardar los ejemplares en seco, se pinchan en cajas entomológicas que deben cerrar
herméticamente y en ellas se coloca alguna pastilla antipolilla que se fijará a una esquina y será
renovada periódicamente a medida que se evapore.
El documento hace referencia a figuras, voy a intentar poner las que creo que son interesantes para la documentacion de hormigas. Si alguien quiere una imagen a la que haga referencia el documento, pidemela y la inserto.
